采用植块培养方法时，用少量培养液孵育，使骨组织块贴附于培养瓶。骨组织块浮起后观察细胞长出情况。采用分离细胞的单层培养方法时，将松质骨切成 2~5mm 大小，用胶原蛋白酶和胰蛋白酶消化。将混悬的细胞接种于培养瓶，用 F12 培养液培养。
一、外植块培养
1. 从手术室获得骨标本。
2. 在室温条件下，用无菌生理盐水浸洗骨组织数次。
3. 如果骨组织不能及时使用，将骨标本放入含有 12% FBS、青霉素和硫酸链霉素的 Ham’s F12 （添加 12 % FBS、2.3mmol/L Mg 2＋ 、100 U/ml 青霉素和 100 μg/ml 硫酸链霉素）培养液中。骨标本可在 4°C 条件下储存过夜。
4 . 次日早晨，用含有 100 U/ml 青霉素和 100 μg/ml 硫酸链霉素的 Tyrode 液浸洗骨组织。
5. 将骨组织放入 Petri 培养皿，用手术刀和手术镊取骨小梁，然后将骨小梁移入另一个 Petri 培养皿。
6. 加入 10 ml Tymde 液，淹盖切除的骨小梁。用 Tyrode 液浸洗骨小梁数次，直至除去血液和脂肪细胞。
7. 为了进行植块培养，将 2 ml 完全培养液放入 25 cm 2 培养瓶，预孵育 20 min，以便用培养箱内的气体平衡培养液。根据需要，用 CO 2 、4.5% NaHCO 3 或 HCl 调整 pH 。
8. 将骨小梁切成 1~3 mm 小块。
9. 吸去培养瓶内的预孵育培养液，然后加入 2.5 ml 新鲜的 Ham’s F12培养液。
10. 将 25~40 块骨小梁放入培养瓶。
11. 将培养瓶直立，用接种环沿着培养瓶底壁滑动植块，使植块均匀分布。
12. 在 37°C 条件下，将培养瓶直立放置 15 min。
13. 慢慢地使培养瓶恢复为正常的横置位。植块黏附于培养瓶底壁。
14. 在37°C 条件下，将培养瓶横置 5~7 d。此后，检査细胞长出情况，换培养液。为了预防植块脱离，在将培养瓶从培养箱移于超净工作台内或显微镜上之前，将培养瓶慢慢地直立起来。
15. 每周换培养液 2 次，以维持培养。
16. 细胞生长形成单层时，取出植块，用胰蛋白酶（将 125 mg 胰蛋白酶（XI型，Sigma）溶入 50 ml 不含 Ca 2＋ 和 Mg 2＋ 的 Tyrode 液。调整 pH 至 7.0，过滤除菌。用 Pyrex 管分装成 5 ml 和 10 ml，在 -20°C 条件下储藏）消化细胞。通过离心分离细胞，然后将细胞接种于培养瓶或培养皿。
二、分离细胞的单层培养
1. 用 Tymde 液反复冲洗松质骨，洗去脂肪和血细胞。在无菌条件下，用手术刀和手术镊切除骨小梁。
2. 取到较多的骨小梁后，用 Tyrode 液浸洗 3 次，洗去遗留的血液和脂肪细胞。将骨小梁切成 2~5 mm 小块。
3. 用含有 FCS 的 F12 培养液洗骨小梁块。
4. 将组织块放人盛有磁力搅拌棒的无菌小瓶内，然后加入 4 ml 消化液（分离成骨细胞的消化液：① A 液：含有 8.0 g NaCl、0.2g KCl 和 0.05 g NaH 2 PO 4 H 2 O，用 100 ml 超纯水配制。②B 液（胶原蛋白酶和胰蛋白酶混合液）：将 137 mg 胶原蛋白酶（Ⅰ 型，WorthingtonBiochemicals）和 50 mg 胰蛋白酶（Ⅲ，Sigma）溶入 10 ml A 液。调整 pH 至 7.2，然后用超纯水配成 100ml。过滤除菌后，分装成 10 ml，在 -20°C 条件下储藏）。加入的消化液应淹盖组织块。
5. 在室温条件下，将含有组织块的液体搅拌 45 min。
6. 弃去细胞悬液，因为这些细胞中很可能含有成纤维细胞。
7. 加入 4 ml 消化液，在室温条件下搅拌 30 min。
8. 收集消化液，在室温条件下离心（580 g，2 min）。
9. 吸去上清液后，用 4 ml 含有 20 % FCS 的 Ham F12培养液混悬细胞，计数细胞。
10. 将细胞悬液离心（580 g，10 min）后，用 4 ml 完全培养液混悬细胞。将此细胞悬液作为接种物。
11. 将 75 cm 2 培养瓶用 8 ml 完全 F12 培养液预孵育 20 min，以便用培养箱内的气体平衡培养液。
12. 吸去预孵育培养液，然后加入 2 ml 完全F12培养液。
13. 加入 4 ml 细胞悬液，接种密度为 6000~10000 个/cm 2 。
14. 最后加入 6 ml F12培养液，使总量成为 12 ml。
15. 在分离细胞期间，向剩余的骨组织块加入 4 ml 消化液，重复消化 30 min 。
收集分离下来的细胞。如有必要，重复消化几次。骨组织多时，消化时间可延长至 1~3 h 。每次消化后计数细胞，将分离的细胞分别接种于培养瓶。
细胞传代
1. 取出植入的组织块。
2. 吸去培养液，用 D-PBSA （0.2 ml/cm 2 ）浸洗细胞。
3. 向培养瓶加入胰蛋白酶液（0.1 ml/cm 2 ），在 37°C 条件下孵育，直至细胞脱离瓶壁，且细胞彼此分离。用显微镜观察细胞的脱离和分离。一般孵育 10 min 即可。
4. 将分离的细胞移入离心管，然后加入等量含有 20% FCS 的 Ham F12 培养液。
5. 离心（600 g，5 min）。
6 . 吸去上清液，用完全培养液轻轻混悬细胞，反复吹打。
7 . 留两份细胞份用于确定细胞密度，另一份用于 DNA 检测。
8. 将剩余的细胞接种于先前用培养液平衡的培养瓶或培养皿。细胞可在 24 h 内贴壁。